Obecné informace

Nepřímý enzymový imunotest v diagnóze infekce drůbeží metapneumovirus Dmitriev, Denis Valerievich

Pin
Send
Share
Send
Send


Pneumovirová infekce je respirační onemocnění charakterizované zánětlivými procesy horních cest dýchacích (nosní průchody, průdušnice), infračervené dutiny, doprovázené obtížemi s dýcháním, kýcháním, sípáním, nosním výtokem. Pneumovirus (APV), přesněji ptačí metapneumovirus, je příčinou vážného onemocnění krůt (rhinotracheitida, TRT) a syndromu "oteklé hlavy" u kuřat a kuřat. V USA je tato choroba relevantní pouze pro chov krůt a v této oblasti cirkulují pneumoviry podtypu C, zatímco v Evropě dominují podtypy A a B a nemoc je zaznamenána u krůt, kuřat a bažantů. Infekce APV u nebo bilaterální otoky hlavy. Úmrtnost obvykle nepřesahuje 1–2% a incidence - 10%. Produkce vajec se často snižuje v populaci stáda.

V Ruské federaci byla v posledních deseti letech registrována pneumovirová infekce častěji v masných farmách. Většinou u slepic-rodičů, i když není vyloučena detekce specifických protilátek proti viru u ptáků plemen vajec.

Diagnostika se provádí sérologickými studiemi spárovaných séra nemocných a zdravých kuřat v testu ELISA a molekulárně biologickými metodami pro detekci virového genomu, jakož i virologickými a bakteriálními studiemi.

Specifická prevence v zahraničí a na některých farmách Ruské federace se provádí živé a inaktivované vakcíny. Široké očkování krůt za den. Je zaznamenána interference mezi viry IBV a APV: první inhibuje replikaci druhé v průdušnici. To má zásadní význam pro přípravu očkovacích programů. Imunizační strategie je podobná strategii IBC.

Řada farem úspěšně používá domácí inaktivovanou vakcínu proti této infekci. Léčba a prevence onemocnění u ptáků se syndromem oteklé hlavy může být účinná pouze s přesnou diagnózou etiologického agens, který způsobuje tento syndrom: bakterii nebo pneumovirus, nebo jejich kombinaci. Infekce pneumovirem je zhoršena špatnou údržbou (nesprávná ventilace, přepracování, špatné lůžkoviny, špatné krmení a hygiena vody, chov vnitřních ptáků různého věku), odkornění a použití živých vakcín proti newcastleské chorobě atd., Pokud jsou prováděny během inkubační doby infekce. Léčba antibiotiky má různý úspěch - snižuje závažnost onemocnění. Antibiotikum musí být testováno na citlivost patogenu E. coli a ornitobakterií. Používá se amoxyvillin, chloramfenikol, ampicilin, gentamicin, neomycin a další. V současné době jsou k dispozici živé inaktivované vakcíny, ale výsledky jejich použití nejsou jednoduché (vědci se domnívají, že je to důsledek antigenních změn u kuřat obvykle komplikovaných mykoplazmy, E. coli, ornithobacteria). Bez podceňování hodnoty patogenu jako typického respiračního patogenu je třeba zdůraznit, že ptačí pneumovirus u kuřat by neměl být považován za primární a nejvýznamnější etiologický faktor. Infekce pneumovirem se vyskytuje hlavně v chovech brojlerů, zejména u kuřat mateřských hejn. Protilátky proti viru se nacházejí na mnoha farmách, existuje tendence zvyšovat jejich detekci u drůbežích vajec a obvykle bez klinického projevu.

Virová etiologie TRT byla založena v roce 1985. Onemocnění je komplikováno sekundární mikroflórou a vyznačuje se vysokou morbiditou a mortalitou. Stejný virus infikuje kuřata, ve kterých je onemocnění spojeno se syndromem oteklé hlavy chovného ptáka a je charakterizováno respirační klinikou, letargií, zvýšením infračervených dutin a unilaterálních pneumovirů a interferencí současně působících infekcí.

Virová anémie u kuřat (hemoragický syndrom, anemický syndrom - dermatitida, "modré křídlo")

Virová choroba mladých kuřat, charakterizovaná intrakutánním a intramuskulárním krvácením, nekrotickými lézemi a atrofií brzlíku, bursy a lymfoidní tkáně. Onemocnění je způsobeno rezistentním DNA virem z rodiny Circoviridae.

Existují dva způsoby infekce: vertikální - přes vejce a horizontální - kontaktem, přes vrh a vrh, když je klován.

Současně může být virus ACV integrován do kuřecího genomu (vertikální přenos) a rozšířen injekcí vakcíny nebo přímo do vakcíny.

Nemocná kuřata maso a vejce směry. Pták je však nejvíce náchylný k infekci z masa, zejména brojlerů, což pravděpodobně souvisí s intenzitou výkrmu.

Kauzativní agens onemocnění je DNA obsahující, jednoduchý organizovaný virus rodiny Parvoviridae, ikosahedrální forma, průměr 17-25 nm, obsahující jednovláknovou nukleovou kyselinu. Provádí reprodukci v kulturách lymfoblastoidních buněk. Indukuje tvorbu v těle infikovaných kuřat neutralizujících protilátek, zatímco lymfatické - neuroepiteliotropní.

Virus je odolný vůči chloroformu, etheru, kyselému pH-3. Při teplotě 80 ° C dochází k inaktivaci během 30 minut a při teplotě 100 ° C po 15 minutách. 5% roztok formaldehydu inaktivuje virus po 24 hodinách, 5% chlornanu sodného a desinfekčních prostředků obsahujících jód ve stejné koncentraci, při 37 ° C po dobu 2 hodin, zcela zničí virus.

Kuře je jediným vlastníkem postiženým ACV. Kuřata ve věku 2–5 týdnů jsou nejcitlivější na onemocnění, zejména brojlery, mezi nimiž může být incidence 20–60%, úmrtnost 5–6%.

Zdrojem původce infekce jsou nemocná kuřata a nosiče virů, které vylučují virus s trusem, krvavý serózní exsudát z trhlin postižené kůže. Infekce se vyskytuje horizontálně a vertikálně, vedoucí cestou infekce je infikované násadové vejce. Přenosové faktory jsou infikované objekty péče, krmiva a vody.

Nedávno bylo zjištěno, že asociace kuřat anémie a reovirů způsobují závažnější průběh onemocnění. Podobné jevy jsou zaznamenány u asociace infekční anémie s onemocněními Gumboro a Marek. Výskyt prvních ohnisek infekční anémie v Japonsku a Německu je spojen s imunizací drůbeže proti Markově chorobě kontaminované virem infekční anémie.

Jakmile je patogen v těle, infikuje hematopoetické buňky, porušuje jejich metabolismus, způsobuje vakuolizaci, tvorbu intranukleárních inkluzí a konglomerátů částic podobných viru. Aktivní erytropoéza se obnovuje až ve 20. dni onemocnění. U mladých kuřat způsobuje virus anémie blastovou progresivní anémii, atrofii lymfatických orgánů, která je doprovázena stavem výrazné imunodeficience. Virus anémie kuřat otevírá dveře sekundárním bakteriálním a virovým infekcím a značně snižuje imunitní reakci na očkování proti Markově chorobě.

Inkubační doba je 8-14 dnů. Nemoc může být mírná nebo asymptomatická v závislosti na stavu imunitního systému.

U nemocných kuřat (směr vajíček) dochází k těžké depresi, nedostatku chuti k jídlu, zpomalení růstu, vyčerpání. Sliznice, kůže, hřeben a náušnice jsou bledé, žluto-bílé. Často se pozoruje gangrenózní dermatitida. V tomto případě jsou fokální léze kůže lokalizovány v hlavě, křídlech, hrudníku, stehně a holenní kosti. Z trhlin na kůži často pramení krvavý serózní exsudát. Dermatitidu komplikuje sekundární mikroflóra.

10–20denní registr brojlerů: ztráta chuti k jídlu, zpomalení růstu, stav komatóz, vynechání křídel, výtok z nosu, bledý hřeben, vlhké a rozcuchané opeření. Někteří jedinci mají oteklé nohy a hlavu, průjem se objeví krátce před smrtí a hojný průjem se vyvíjí. Úmrtnost začíná od 10 dnů a trvá do 6 týdnů věku. Příznaky anémie jsou zaznamenány ve 100% případů.

Onemocnění se vyskytuje ve dvou formách - klinicky i subklinicky. Klinická forma onemocnění kuřat je důsledkem primární infekce jejich matek - které nemají protilátky v krvi. Klinický projev onemocnění u kuřat začíná 10. - 14. den života a projevuje se letargií, anemickými sliznicemi, průjmem, gangrenózní dermatitidou. Žilní cévy křídel jsou přeplněné, což má za následek, že subkutánní krvácení je modré. Kůže ztrácí svou pružnost, praskne a skrze ni se krvavý exsudát uvolňuje na povrch. Smrt nastane během několika dnů po nástupu klinických příznaků. S vymazanými klinickými příznaky se odpad z kuřat pohybuje v rozmezí od 5 do 15% a v akutních případech do 50–60%.

V subklinické formě onemocnění je patogen přenášen horizontálně. Kuřata ve věku 3 týdny a starší jsou postižena v důsledku vymizení mateřských protilátek. Klinické a subklinické formy infekční anémie kuřat jsou imunosupresivní (potlačují imunitu), což významně zvyšuje náchylnost k určitým patogenům.

Při odhalení pitev se u kuřat zjistí následující změny:

1. Vážné vyčerpání

2. Septická, nekrotická dermatitida, gangrenózní dermatitida na křídlech

3. Krvácení v kosterních svalech a sliznici žlázového žaludku

4. Serózní edém podkožní tkáně v hlavě a nohách, na koncích křídel

5. Foci nekrózy ve slezině

6. Atrofie Bursy Fabrizie a brzlíku

7. Anémie a hyperplazie ledvin

8. Atrofie kostní dřeně

9. Dystrofie jater s nazelenavou nekrózou

10. Intramuskulární a subkutánní krvácení

11. Akumulace tmavě modrého exsudátu pod kůží, zejména na koncích křídel - "modré křídlo".

Diagnóza virové anémie u kuřat se provádí na základě epidemiologických údajů, klinických příznaků, patologických změn a laboratorních výsledků. Využití metody sérologické diagnostiky založené na metodě nepřímé imunofluorescence (NIF), jakož i vysoce specifické metody stanovení protilátek proti VAC v krvi pomocí imunoanalýzy (Elisa-test). Nemoc je možné diagnostikovat na základě studie krve nemocných kuřat 12. ... 16. den po nástupu nemoci - zatímco hematokrit je snížen na 11 ... 20% rychlostí 30 ... 40%. Jedná se o jednoduchou, ale specifickou metodu pro laboratorní diagnostiku kuřecí anémie, protože jiné virové agens takové změny v krvi nezpůsobují.

Léčba. V současné době v Německu licencovaná vakcína s názvem "Timovak", která je opilá pro ptáka jednou ve věku 13-18 týdnů.

Imunita a specifická prevence.

Pro vytvoření imunitní ochrany mladých punčoch je nejlepší metodou vyvolat rezistentní vrozenou transplantační imunitu u potomků očkováním chovatelů rodokmenů. Německo již vyvinulo vakcínu s obchodním názvem "Timovac", která byla testována v mnoha evropských zemích. Je ukázána jeho bezpečnost a účinnost. Transovariální imunita chrání kuřata před onemocněním během prvních 3 týdnů života.

Preventivní a kontrolní opatření.

Preventivní opatření by měla být komplexní, aby se zabránilo přenosu patogenu na drůbežárnu. V současné době je porážka séropozitivních ptáků považována za radikální opatření ke kontrole a prevenci onemocnění. Dolů a peří získané při porážce ptáků v nefunkčních drůbežárnách se dezinfikují při teplotě 85–90 ° C po dobu 30 minut. Podestýlka a hluboký vrh dezinfikují biotermálně. Opatření, která mají být přijata, musí zajistit snížení epizootického zaměření, které zabrání šíření patogenu nad jeho hranice.

Ekonomická škoda během vypuknutí nemoci je vyjádřena 10–60% úmrtností a může být příčinou neúspěšného očkování proti jiným infekcím. Také velké náklady jsou drůbežářské farmy při eliminaci onemocnění.

Charakteristika rodu M arpeitouksh čeledi Ragatuhoutske

Ptačí pneumoviry jsou RNA obsahující, s nesegmentovaným jednovláknovým negativním genomem patřícím do rodiny Paramyxoviridae z podrodiny Pneumovirinae rodu Metapneumovirus (Pringle, 1998, Lamb a kol., 2000). RNA genom se skládá z osmi genů s jejich produkty organizovanými v následujícím pořadí: 3 -NPMF-M2-SH-GL-5, s celkovou délkou 13134 (AMPV subtyp C) až 13378 (HMPV) nukleotidy (Ishiguro et al., 2004, Lwamba a kol., 2005).

Virus má komplexní strukturu a je potažen lipoproteinovou membránou, která vzniká, když virion opouští. Především tvoří sférické částice, symetrické ve spirálovém typu, které mají rozměry 80-200 nm. Také se mohou vyskytovat pleomorfní viriony o průměru 150 až 200 nm a délce 1000 až 10000 nm. Helikální nukleotid má délku 14 nm.

Plášť se podobá třásně s povrchovými výčnělky dlouhými 13-15 nm, což představuje 2-3 nm široké typy na základně, maximálně 3-5 nm, rozteče mezi 2-3 nm hroty, včetně hemaglutininu a neuraminidázy (HN) nebo hemaglutininu (H), nebo povrchový glykoprotein (G) a fúze (F-glykoprotein), které rovnoměrně pokrývají. Neexistuje žádná hemaglutinační aktivita ve vztahu k erytrocytům kuřat, kachen, prasat, skotu a mořských CBHHOK (Giraud et al., 1986, Baxter-Jones a kol., 1987, Collins a. Gough, 1988, Buys a kol., 1989, O Loan a kol., 1992).

Molekulová hmotnost genomu je 0,5% hmotnostních virionu a liší se u rodu Pneumovirus v rozmezí 17-20 čtverečních metrů. Genom je obvykle monomerní nebo někdy multiploidní, nesegmentovaný a obsahuje jedinou lineární jednovláknovou RNA molekulu, negativní polaritu, vnitřní GAA sekvence následuje translaci startovacího signálu na začátku dalšího genu. Viriony mohou také obsahovat pozitivní polární jednovláknovou kopii genomu. Kompletní sekvence genomu RNA je 15200-15900 nukleotidů.

Pneumoviry virů neobsahují nestrukturální NS geny, které zkracují jeho genom o 13,3 kv, a jeho osm genů jde v pořadí Z-NPM-F-M2-SH-GL-5 - charakteristické rysy metapneumovirů ptáků a lidí (Ling, Easton, Pringle, 1992, Yu et al., 1992, Lamb et al., 2000). Všechny geny obsahují jeden otevřený čtecí rámec, s výjimkou M2, který má dva překrývající se čtecí rámce kódující 2 proteiny: M2-1 (184-186 aminokyselin) a M2-2 (71-73 aminokyselin) (Yu et al., 1992) .

Vzhledem k rozdílné organizaci genů a nízké úrovni (40%) identity sekvence ve srovnání se savčím pneumovirem byl APV přiřazen novému rodu Metapneumovirus v podskupině Pneumovirinae (Pringle, 1999).

Proteiny tvoří asi 75 až 80% hmotnostních částice. Virový genom kóduje strukturální a nestrukturální entity. Viriony obsahují 7 strukturních proteinů, které se nacházejí v nukleokapsidech, obálkách, membránách a matricích. Virová obálka obsahuje dva vložené membránové proteiny. Vnitřní struktura pneumovirů je znázorněna na obr. 1 a 2. 1.

Povrchový protein F vykonává připojovací funkce - jedná se o fúzní protein. Během posttranslačního procesu je syntetizován uvnitř infikované buňky rozřezáním proteinu, prekurzoru pro vytvoření podjednotek Fl a F2 souvisejících s disionidem virionu (aMHH0-Fl-S-S-F2-Kap60Kcmi). Je zodpovědný za kombinaci s buňkou a hemolytickou funkcí (Kapczynski, Sellers, 2003), ačkoli pneumoviry, na rozdíl od jiných paramyxovirů, nemají hemaglutinační a neuraminidázovou aktivitu (Collins et al, 1996).

Rozdělení F proteinu na velký protein F1 a malý F2 zprostředkovává buněčnou fúzi a je nezbytné pro šíření viru (Collins et al., 1996). Předpokládá se, že aminokoncová část F1 je zapojena do membránové fúze a je vysoce konzervativní mezi třemi typy A, B a C pneumoviru ptáků (Naylor et al., 1998, Seal, 2000, Seal et al., 2000).

Organizační struktura genomu husích pneumovirů (izolát husa 15a / 01) je podobná struktuře kmenů AMPV / C u krůt. Virus však měl velký G gen, největší z obou pneumovirů a metapneumovirů (Bennett et al.2004). Velikost G-proteinu 15a / 01 (585 aminokyselin) byla více než dvakrát větší než velikost G-proteinu jiných virů C subtypu a lidského metapneumoviru a více než 170 aminokyselin větší než velikost G proteinů jiných AMPV subtypů.

Subtypy A, B, D AMPV cirkulující v Evropě mají srovnatelné velikosti G-proteinů (319, 414 a 389 aminokyselin) a způsobují srovnatelnou závažnost onemocnění, včetně patologických změn v řasách sliznice nosní konchy a rozvoji syndromu puffy hlavy u kuřat ( Pattison, Chettle, 1989, Gough, 1994, Maharaj, 1994, Shin a kol., 2000). Tento vztah byl potvrzen sekvenční analýzou genu F proteinu (Naylor et al., 1998) a konzervativnějším M genem (Randhawa et al., 1996). Ačkoli různé izoláty APV byly antigenně podobné, mohly být sérologicky rozděleny do dvou oddělených skupin (Cook et al., 1993, Collins et al., 1993). Эта разница в вирусных белках объясняется различиями, обнаруживаемыми при использовании для серологических исследований разных антигенов (Senne et al., 1997).

Диагностика метапневмовирусной инфекции птиц

Диагноз на МПВИ птиц устанавливают на основании лабораторных исследований с учетом эпизоотологических данных, клинических признаков и патолого-анатомических изменений.

Klinické příznaky MPVI u krůt a kuřat nejsou patognomické, a proto je nutné použít metody časné a retrospektivní diagnostiky (IABorisova, 2008). Potvrzení onemocnění závisí na důkazu přítomnosti viru v klinickém materiálu, protilátek specifických pro virus v séru pacienta a nemocných ptáků. Izolace viru byla zpravidla pro kuřata mnohem obtížnější než u krůt a důvod není jasný (Weisman et al., 1988, Jones, 1996, Catelli et al., 1998). Ačkoli existuje zpráva z Tchaj-wanu (Lu et al., 1994) o izolaci viru z kuřat se syndromem oteklé hlavy.

Pro primární izolaci viru z polního materiálu jak z krůt, tak z kuřat, byla vývojová embrya inokulována do žloutkového vaku (Giraud et al., 1988, Buys a kol., 1989a, Panigrahy et al., 2000), nebo tracheální orgánové kultury (TOK) z embryí kuřat a krůt (McDougall & Cook, 1986, Wilding a kol., 1986, Wyeth a kol., 1986, Giraud et al., 1988). Po 2 nebo 3 pasážích autoři zaznamenali léze embryí. Embryonální tekutina byla inokulována do buněčných kultur: Vero buňky (Buys a kol., 1989a, Williams et al., 1991) nebo fibroblasty kuřecích embryí (Panigrahy et al., 2000). Výzkumníci (Goyal et al., 2000) identifikovali MPV subtyp C zpočátku ve FEC kultuře, následovanou adaptací virového izolátu ve Vero buňkách.

Systém vybraný pro izolaci MPV je kultura tracheálních orgánů (McDougall & Cook, 1986), která je obvykle připravena z kuřecích SPF embryí, ačkoliv jsou také vhodná krůtí embrya a mají stejnou citlivost (Naylor & Jones, 1994). Metoda může trvat hodně času. Čerstvé vzorky (tkáně nebo tampony) z horních cest dýchacích procházejí až třikrát, během vyšetření každé pasáže na ciliostázu do 11 dnů. Při izolaci viru mohou být potíže 6–7 dnů po infekci, protože materiál obsahující virus může být kontaminován a patogen může být definitivně identifikován některými jinými metodami, jako je například neutralizace virů nebo imunofluorescenční barvení.

Při použití TSC byl materiál podroben 4 „slepým“ průchodům s intervalem 3–4 dny, které byly testovány na ciliární aktivitu po dobu 10 dnů (Cook et al., 2001).

Pro experimentální infekci lze použít přímé nebo nepřímé imunofluorescenční barvení na tracheální nebo nosní průchody, ale tato technika není vhodná pro polní materiál. Williams a kol. (1991) zjistili dobrou korelaci s izolací viru a histopatologií, ai když imunofluorescence (IF) je rychlejší než sekrece, její hodnota v polních infekcích nebyla dosud hodnocena a je také možné, že její použití je omezeno na období kratší než týden po infekci.

Jones a kol. (1988) zjistili, že IF je citlivější metoda než izolace viru z krůt a poskytuje rychlejší výsledky (Majo et al., 1995, Jones, 1996). Catelli et al., 1998 srovnávali izolaci viru s barvením imunoperoxidázou (PI) pro detekci MPV u kuřat infikovaných SPF a prokázali jeho nadřazenost.

Sérové ​​protilátky proti ptačímu Ml IB mohou být detekovány nepřímou imunofluorescencí, neutralizací virů a ELISA (Baxter-Jones et al., 1986, 1989). Nežádoucí imunofluorescence byla použita se sérem z rekonvalescentů dříve, než byl virus izolován na TSC. Tato technika byla velmi užitečná jako počáteční screeningový test (Baxter-Jones et al., 1986). Neutralizace virů je časově náročná a časově náročná zkouška. Byl použit k porovnání kmenů v neutralizační křížové reakci (Baxter-Jones et al., 1987) nebo ke studiu séra různých druhů ptáků, u kterých nebyly antiglobuliny. V rutinní sérologii byly tyto testy nahrazeny testem ELISA (Grant et al., 1987, Chettle & Wyeth, 1988, Gerrard et al., 1990).

Vyhodnocení citlivosti a specificity vyvinutého testovacího systému

V poslední dekádě v Ruské federaci se zvýšil počet případů infekce ptáků metapneumovirem.

Biologické vlastnosti patogenu (schopnost přetrvávat a cirkulovat mezi synantropními a stěhovavými ptáky), přítomnost 4 podtypů viru (A, B, C, D), použití šlechtitelského materiálu bez zohlednění epizootické situace v této ekonomice (obsazení) t , vysoká koncentrace ptáků (často různého věku ptáků na jednom místě), nedokonalé a / nebo nedodržení technologie pěstování (depopulace, mikroklima, dezinfekce, ventilace, hustota výsadby, krmení). Průběh infekčního procesu způsobeného MPV ptáků je komplikován přítomností různých virových a bakteriálních patogenů na farmách. V tomto ohledu je MPVI ptáků na drůbežářských farmách jak mono - (subklinická), tak související (komplikovaná) infekce.

Při testování vyvinutého testovacího systému (registrace viru ze specifických protilátek v séru ptáků) jsme také studovali epizootickou situaci na drůbežářských farmách různých směrů (11113, průmyslová) s využitím virologických (izolace a identifikace virů) a bakteriologických metod výzkumu.

V každém zemědělském podniku byla analyzována epizootická situace, byly zjištěny podmínky, které přispěly k šíření a reprodukci patogenu, byly stanoveny zdroje infekce a byly vyhodnoceny podmínky bydlení, krmení ptáků a skladování.

Rodičovské stádo sledovaných farem je doplněno denními mláďaty a / nebo chovnými násadovými vejci, kde byla dříve registrována metapneumovirová infekce a v současné době probíhá preventivní očkování drůbeže živými a inaktivovanými vakcínami různých firem (producentů).

CJSC "Nevskaya Poultry Farm" směr (průmyslový), doplněný denním mladým skladem z Finska. Na základě klinického vyšetření dospělého stáda bylo zjištěno uspokojivé stavy nosnic, kryt peří je hladký, lesklý, mušle a náušnice jsou jasně červené, pták je aktivní, produkce vajec je 90-95%. U některých jedinců byly pozorovány respirační poruchy (inhalace s otevřeným zobákem a prodlouženým krkem, sípání), otoky infračervených dutin a submandibulární prostor.

Při pitvě padlého ptáka různého věku byly zaznamenány následující patologicko-anatomické změny: - u kuřat do 10 - 15 dnů - neabsorbovaný žloutek, pneumonie, enteritida, - u uhynulých nosnic 122-372 dní - infraorbitální sinusitida, rinitida, hemoragická tracheitida, fibrinózní perikarditida, enteritida.

U kuřat ve věku 1–15 dnů je v chovné dílně zaznamenán zvýšený odchod do důchodu s respiračními symptomy.

Bakteriologické vyšetření kultur Escherichia coli (infračervené dutiny, plíce) s výraznými adhezivními vlastnostmi a Salmonella spp. (srdce, játra), což ukazuje na vysokou infekci ptáků patogenní Escherichia coli a Salmonella spp. a špatný hygienický stav.

Během virologické studie byl izolován ptačí metapneumovirus z patmateria (postižené hlavy, průdušnice a plíce) padlých ptáků v buňkách Vero a fibroblastech kuřecích embryí.

Vzorky krevního séra různých věkových ptáků (150-446 dnů) byly testovány na přítomnost specifických protilátek proti metapneumovirům pomocí ELISA za použití vyvinutého diagnostického testovacího systému. Výsledky výzkumu jsou uvedeny na Obr. 5. Výsledky sérologických testů vzorků krevního séra kuřat z průmyslového hejna „Nevskaya“ p / f Leningradské oblasti vykazovaly vysoké titry protilátek proti MPV ptáků a jsou staré 150 až 446 dní. byly od 5699 ± 822 do 11259 ± 948 se 100% detekcí, což indikuje cirkulaci viru ve stádě.

Drůbeží farma "Tula brojler" maso směr je doplněn dováženého chovného materiálu. Klinické vyšetření brojlerových mláďat, mladých zvířat a rodičů prokázalo uspokojivý stav. U jednotlivých jedinců ptáků různých věkových skupin (1,5-2%) však byla pozorována infračervená sinusitida, otok maxilárního prostoru (zduřená hlava). Patologická pitva odhalila sinusitidu, konjunktivitidu, tracheitidu a pneumonii.

Pro laboratorní studie byly zaslány postižené hlavy a mrtvoly ptáků různých věkových kategorií.

Byly izolovány bakteriologické vyšetření nabobtnalých hlav, plic kuřat, 12 kultur Escherichia coli, 5 kultur Staphylococcus aureus a epidermidis a 2 kultury Proteus vulgaris.

Při mykoplazmatickém vyšetření šrotů. ze sliznice průdušnice byla: kultura M..gallisepticum byla izolována a sérologicky protilátky proti patogenu byly detekovány v pozitivních titrech od 20 do 60% studovaných vzorků, H

Pro provedení virologických studií byly odebrány tampony a stěrky ze sliznic infraorbitální dutiny, patra a tracheh, poté byly připraveny suspenze v Hanksově roztoku s antibiotiky. Výsledný materiál byl infikován buněčnou kulturou Vero a kuřecí kulturou embryonálních buněk. S postupnými pasážemi byl pozorován intenzivní cytopatický efekt v monovrstvě kultury, která byla vyjádřena zaokrouhlováním kyet v omezených oblastech monovrstvy, což způsobilo cytoplazmatickou granularitu v nich, 3-4 dny po infekci. Degenerace buněk na 70–80% byla pozorována po dobu 6-7 dnů. v některých oblastech byla pozorována tvorba syncytia jako charakteristický znak JRS pro ptáky metapneumovirus.

Sérologické monitorování infekce metapneumovirů u drůbežích farem v různých oblastech Ruské federace

Analýza literárních údajů o optimalizaci podmínek pro získání aktivního imunosorbentu na pevné fázi pro ELISA ukázala význam povahy polymeru použitého jako pevná fáze (D.V. Maslov, 2006). Je známo, že polystyren je charakterizován vyšší sorpční kapacitou ve srovnání s jinými nosiči (Herrman, Collins, 1976). V současné době vyráběné zahraniční a domácí polystyrénové desky se však v jejich sorpčních vlastnostech značně liší. Údaje z literatury (GV Rezapkin et al., 1986) a výsledky vlastního výzkumu ukázaly, že domácí tablety (Lenmedpolymer, St. Petersburg) mají nízkou sorpční aktivitu ve srovnání s cizími. Pro získání aktivního imunosorbentu v pevné fázi v naší práci proto používáme tablety zahraničních firem.

Pracovní ředění antigenu bylo stanoveno metodou „odstupňované“ titrace na povrchu jamek polystyrénových destiček ve fyziologickém roztoku pufrovaném fosfátem, pH = 7,3-7,5, po dobu 16-18 hodin při 4 ° C se zředěním kontrolního séra 1: 400. Optimální senzibilizační dávka metapneumovirového antigenu byla koncentrace 6-8 ug na jamku. Experimentálně bylo zvoleno optimální pracovní ředění lyofilizovaného komerčního konjugátu. V našich experimentech bylo pracovní ředění konjugátu 1: 300-1: 400. Jako substrát byl použit ortho-fenylendiamin („Sigma“) v koncentraci 5 mg na 12 cm pufru fosfát-citrát, pH = 4,9-5,0.

Během formulace reakce, testovacího a kontrolního séra, byl konjugát inkubován v termostatu při 37 ° C po dobu 30 minut, protože podle literatury je známo, že stanovení rovnovážné konstanty mezi antigenem imobilizovaným na povrchu polystyrenu a protilátek a v následujícím stupni mezi výsledným imunitním komplexem (antigen protilátky) a konjugátu dochází téměř 30 minut při 37 ° C (EH Gorbachev et al., 1988, DV Maslov, 2006).

Aby se eliminovaly nespecifické interakce během testu ELISA, používají se mycí pufrové systémy včetně neiontového detergentu (tween-20) a imunologicky inertního proteinu až do 1-2% nebo, spolu s detergentem, vysoké koncentrace C1-chaotropních iontů (VN Verbov, 1988, EH Gorbachev et al., 1988, DV Maslov, 2006). Použili jsme 0,01 M pufr fosforečnanu draselného pH = 7,2-7,4, obsahující 0,5 M NaCl s konečnou koncentrací detergentu tween-20 o koncentraci 0,1%, což zajistilo specificitu enzymového imunotestu. Provedené studie tak umožnily optimalizovat podmínky pro formulaci reakce při detekci specifických protilátek proti metapneumovirům ptáků.

Diagnostický titr v testu ELISA byl stanoven metodou „šachové titrace“ různých sér, počínaje ředěním 1: 100 při standardní koncentraci (6 μg na jamku) sorbovaného antigenu. Analýza výsledků ukázala, že ředění séra 1: 400 neumožňuje vynechat slabě pozitivní sérum. Současně bylo negativních 20 krevních sér z farem, které byly bezpečné pro metapneumovirovou infekci ptáků, ELISA, což potvrzuje specifičnost vyvinutého diagnostického testovacího systému. V této souvislosti se domníváme, že při zkoumání drůbežích farem pro metapneumovirovou infekci je vhodné zahájit formulaci ELISA s ředěním séra 1: 100 a zvážit ředění séra 1: 400 diagnostického titru pro metapneumovirovou infekci ptáků.

Pro kvantitativní stanovení protilátek proti metapneumovirům ptáků při studiu krevních sér nabízíme metodu sériových ředění a metodu jednorázového ředění.

Pro stanovení konečného titru testovaných sér při jediném ředění byla v počítačovém programu Microsoft Excel použita metoda regresní analýzy. Matematické výpočty byly provedeny pro ředění séra 1: 200, 1: 400 a 1: 800. Koeficienty lineární regrese byly nalezeny pro hodnoty lgS / P a lgT (tabulka 3 a obr. 4). Bylo zjištěno, že nejvyšší hodnota korelačního koeficientu byla stanovena pro ředění séra 1: 400, což bylo považováno za pracovní.

Pro výpočet číselné hodnoty titru byla použita lineární regresní rovnice (lgT = 1,38 lg (S / P) + 3,54) pro ředění séra 1: 400. Je třeba poznamenat, že získaná lineární regresní rovnice bude spolehlivá pro určité hodnoty optické hustoty negativních a pozitivních kontrolních sér. Bylo zjištěno, že rozsah optických parametrů (OD) negativní kontroly byl od 0,088 do 0,160. Platné hodnoty indikátorů OP pozitivní kontroly byly od 0,504 do 0,751.

Pro rozlišení mezi nespecifickými, spornými a specifickými reakcemi byly stanoveny prahové hodnoty poměru S / P. Indikátor S / P, který odpovídal dolní hranici 95% intervalu spolehlivosti studovaného vzorku hodnot OD, byl považován za prahovou hodnotu pro negativní reakci. S / P skóre pro negativní reakci bylo 0,2. Prahová hodnota odpovídající minimální očekávané pozitivní reakci byla považována za hodnotu S / P nastavenou pro horní limit 95% intervalu spolehlivosti. Hodnota S / P pro pozitivní reakci byla 0,24. Mezilehlé hodnoty 0,21-0,23 odpovídaly zóně „pochybných“ výsledků.

Patogeneze Methapneumovirus

Horizontální přenos viru se provádí přímým nebo nepřímým kontaktem s nosními, respiračními sekrecemi nemocného ptáka. U drůbežích farem a doma je u produktivní drůbeže pozorována vysoká hladina seroprevalace.

Je však třeba poznamenat, že přítomnost vysokých titrů protilátek u ptáků není vždy doprovázena klinickými příznaky. U ptáků se metapneumovirus replikuje v horních dýchacích cestách ptáka jakéhokoliv věku. Virus může také ovlivnit reprodukční orgány ptáka.

Replikace MPO se vyskytuje v buňkách řasnatého epitelu nosních průchodů a průdušnice, což způsobuje deformaci a ztrátu řasnatky sliznice. To přispívá k aktivnímu pronikání sekundární patogenní mikroflóry, což komplikuje a zhoršuje průběh patologického procesu.

24 hodin po infekci může být virus detekován v nosní dutině a průdušnici ptáka. Maximální množství viru se hromadí 3-6 dnů po infekci.

Mnozí vědci ve svých studiích prokázali existenci křížové ochrany vakcinačních kmenů experimentální infekce metapneumovirových subtypů A a B. Bylo prokázáno, že vliv subtypu B metapneumovirového viru zabraňuje rozvoji symptomů po experimentální infekci virem subtypu A.

Lze předpokládat, že imunizace kmeny viru subtypu B je účinnější než kmeny subtypu A. Kromě toho terénní studie v různých zemích ukazují, že pole metapneumovirus u ptáků podtypu způsobuje závažné klinické příznaky a je komplexnější s ohledem na kontrolu a provádění programů očkování.

Inkubační doba u krůt, nosnic a mateřských hejn závisí na různých faktorech: infekčním tlaku polního patogenu, problémům s řízením a biologickou bezpečností, stresu, zdravotním problémům a podobně.

Čím horší jsou tyto faktory, tím dříve lze pozorovat vývoj klinických projevů onemocnění spojených s metapneumovirem.

Infekce metapneumovirem je příčinou rozvoje syndromu puffy hlavy u kuřat. Tento syndrom je charakterizován rozvojem respiračních symptomů, apatie, otoku hlavy, subglaciálních dutin a jednostranného nebo bilaterálního periorbitálního edému.

Эти симптомы часто сопровождаются церебральной дезориентацией, кривошеей, опистотонусом. Хотя смертность птицы обычно не превышает 1-2%, заболеваемость может достигать и 10%, а также негативно влияет на репродуктивные показатели птицы.

Клинические признаки метапневмовирусной болезни

U brojlerových kuřat jsou klinické příznaky charakterizovány respiračními projevy ve věku 20-35 dnů a jsou obvykle omezeny na horní dýchací cesty (průdušnice, nosní dutiny). Nejcharakterističtějšími příznaky tohoto onemocnění jsou: kýchání, kašel, výtok z nosu, zánět spojivek a otoky dutin.

Infekce způsobená MPO přispívá k rozvoji a klinickému projevu sekundárních respiračních infekcí u kuřat a krůt, což bylo prokázáno pomocí řady respiračních patogenů. Klasický klinický obraz tak může být komplikován sekundárními bakteriálními infekcemi, obvykle E. coli, O. rhinotracheale atd.

Narušení nervového systému u kuřat brojlerů po infekci MPO je těžké odhalit v krátkém období života ptáků.

Sekundární infekce a nevhodné podmínky chovu drůbeže jsou určujícími faktory závažnosti klinických příznaků. Zvláště dobře vidět na brojlerech. Stres je spouštěč ve vývoji většiny klinických příznaků nemoci, bez ohledu na typ produkce drůbeže. Mezi těmito stresory jsou to špičková produktivita u nosnic a mateřských hejn, s vysokou hustotou výsadby.

V rodičovských stádech a vrstvách jsou klinické příznaky poškození dýchacího systému při infekci metapneumovirem velmi podobné těm u krůt. Klasickým projevem účinku MPO na reprodukční systém kuřat je snížení produkce vajec a zhoršení kvality vaječné skořápky. Nervové symptomy, jako například torticollis a opistotonus, mohou také nastat.

U nezaočkovaných rodičovských stád brojlerů se kromě výše uvedených klinických příznaků může vyvinout i kraniální osteomyelitida. To je způsobeno rozšířením sekundární bakteriální infekce středního ucha. Typicky je vývoj klinických příznaků ve vrstvách a v rodičovských hejnech úzce spojen s nástupem produktivního období života.

To je důvod, proč je mnohem méně pravděpodobné, že odhalí výrazný klinický obraz metapneumovirové infekce v období chovu drůbeže. Na druhé straně, zjistit, zda kontakt ptáka s IGO byl poměrně jednoduchý pomocí ELISA.

Diagnostika

Diagnóza je založena na klinických údajích, není spolehlivá - lze ji vzít v úvahu pouze jako vodítko pro diferenciální diagnostiku. Ty by měly obsahovat diferenciaci velkého počtu respiračních onemocnění (mykoplazmóza, ornithobacteriosis, infekční bronchitida, nízkopatogenní influenza ptáků (LPAI)).

Konečná diagnóza by měla být provedena interpretací výsledků laboratorních testů - sérologické a molekulární diagnostiky. Je třeba poznamenat, že molekulární diagnostika má svá omezení. To je způsobeno krátkou dobou lokalizace viru v tkáních.

Nejlepší možností je současné použití několika metod diagnostiky onemocnění. V závislosti na cílech a možnostech laboratorního výzkumu lze diagnostiku metapneumovirové infekce u brojlerových kuřat provádět pomocí následujících algoritmů:

Pokud je to možné, použijte pouze metodu ELISA.

  • jsou-li klinické projevy akutní a vyskytují se ve 2. až 3. týdnu života, je výběr krevních sér proveden při prvních klinických příznacích a 2-3 týdny po něm. Je také nezbytné rozlišovat newcastleskou chorobu, infekční bronchitidu,
  • jsou-li během období výkrmu pozorovány mírné respirační problémy a pro snížení produkce na konci výkrmu, doporučuje se odebrat vzorky z jatečných ptáků.

Je třeba se vyhnout odběru vzorků pro ELISA do 14 dnů věku, protože existuje možnost detekce mateřských protilátek. Výjimkou je, když účelem odběru vzorků je stanovení mateřských protilátek, pak je žádoucí odebrat vzorky od ptáka ve věku 2-3 dnů.

Použít ELISA a molekulární diagnostiku (PCR)

  • při prvních klinických projevech by měly být odebrány vzorky (výtěry z nosních dutin, průdušnice, periorbitální dutiny) pro studie PCR,
  • Neužívejte vzorky od ptáků se závažnými klinickými projevy. Doporučuje se vybrat materiál pro výzkum od těch jedinců infikovaného stáda, u kterých byly v počáteční fázi zjištěny klinické symptomy,
  • v případě testu ELISA by měly být vzorky séra z drůbeže odebrány z tohoto stáda v době porážky.

Aktuální virová onemocnění ptáků spojená s lézemi dýchacích cest, diagnostikou a prevencí

Vytvoření velkoplošných drůbežáren vybavených moderním vybavením umožňuje v omezeném prostoru růst současně až na milion nebo více ptáků. Většina drůbežářských podniků snižuje hygienické přestávky, zabalí hospodářská zvířata, což vede k "únavě" prostor a hromadění patogenní virové a bakteriální mikroflóry v životním prostředí. Technologie „všechno je prázdné - vše je přijato“ je používáno poměrně zřídka. Poruchy v pěstitelské technologii, porušení veterinárních hygienických předpisů, špatná kvalita krmiva, stres různého původu, negativně ovlivňují odolnost těla ptáka, vedou k oslabení imunitního systému a v důsledku toho k výskytu infekčních onemocnění různých etiologií. Praxe častých změn v očkovacích schématech, spektru biologických produktů, neoprávněném zavádění nových očkování do schématu a používání živých vakcín vyrobených na základě „horkých“ a variantních kmenů, jakož i použití vícestupňových vakcín vede k rozšíření spektra mikroorganismů cirkulujících v ekonomice. Očkování slabého ptáka, ptáka, který je v imunosupresivním stavu, infikovaném jakýmkoliv patogenem, vede ke zvýšení virulence polních virů a způsobuje subklinický průběh infekcí na pozadí vakcíny. Průběh infekčních onemocnění v subklinických, latentních a souvisejících formách ztěžuje diagnostiku, prevenci a eliminaci onemocnění. Za zmínku stojí zejména infekční onemocnění spojená s lézemi dýchacího traktu, ve kterých přenos vzduchu vede k rychlému šíření infekce na významný počet drůbeže bez ohledu na systém bydlení. Z nových onemocnění pro naši zemi by tato skupina měla zahrnovat metapneumovirovou infekci (MPVI), infekční bronchitidu kuřat (IBC) způsobenou variantními kmeny viru IBC. Newcastleská choroba (NB), infekční laryngotracheitida (ILT) a samozřejmě ptačí chřipka (SE) neztrácejí význam. Diagnostika ILT, NB, GP není obtížná, na rozdíl od diagnózy MPVI a IB. Důvodem je různorodost virových kmenů, vlastnosti patogenů a skutečnost, že tyto infekce se velmi často vyskytují v asociované formě s jinými virovými infekcemi a jejich průběh je vždy komplikován výskytem sekundárních (sekundárních) bakteriálních infekcí, jako je kolibakterióza, respirační mykoplazmóza, ornithobakterióza. Je obtížné posoudit klinický obraz a patoatomické příznaky mykotoxikosy (poškození jater, ledvin), rozšířené užívání antibiotik (žádné otoky dutin a hlavy), průběh onemocnění na pozadí vakcíny a ve spojení. Vzhledem k tomu, že výše uvedená onemocnění mají řadu podobných příznaků, nestačí provádět pouze klinické a pitevní studie při stanovení diagnózy. Mezi běžné klinické příznaky těchto onemocnění patří například rýma, konjunktivitida, otoky infračervených dutin nebo hlavy, u nervových příznaků NB, HF a MPVI. Mezi patologickými příznaky, tracheitidou, pneumonií nebo plicním edémem, žloutkovou peritonitidou jsou příznaky komplikace se sekundární mikroflórou podobné. Diagnostika by proto měla být vždy komplexní. Kromě klinického a pitevního výzkumu je nutné provádět diagnostické laboratorní testy, včetně sérologických a virologických studií. Polymerázová řetězová reakce (PCR) může být použita pro typ patogenu. Je však třeba mít na paměti, že základem pro stanovení konečné diagnózy je pouze výběr patogenu. Pro laboratorní výzkum je důležité správně vybrat patentový materiál. Výsledek studie a její informativnost závisí na načasování odběru vzorků, věku ptáka při odběru vzorků, dodržování patentového materiálu (orgánů, tkání obsahujících patogen) zamýšlené diagnóze, způsobu konzervace a podmínkách jejího dodání do laboratoře. Vzorky séra pro monitorovací studie by tedy měly být vybrány v dynamice z jednoho stáda. Nejspolehlivější výsledek lze dosáhnout při studiu párovaných sér. Při výskytu onemocnění se odebírají vzorky krve v době prvního projevu klinických nebo patologických příznaků a po 14-21 dnech a v případě potřeby (například když virus NB cirkuluje u dospělého ptáka) každých 14 dní po dobu 1,5-2 měsíců. V průvodním dokumentu by mělo být uvedeno načasování očkování a název biologických produktů používaných v drůbežárně. Při provádění studií na úpravu očkovacího schématu, zejména u brojlerů, by měly být odebírány vzorky krve v intervalech 3 až 5 dnů od 1 do 3 dnů do 38-40 dnů, aby se sledovala dynamika snižování hladiny mateřských protilátek, tvorba postakcinačních vakcinací imunitu a načasování možného zásahu do stáda polního viru. Při vývoji režimů prevence těchto chorob je třeba vzít v úvahu epizootickou situaci na farmě, epizootickou situaci na farmách dodávajících produkty původu, klinické a patologické znaky, výsledky diagnostických (sérologických, virologických) studií. Spolu s úpravou systému očkování v případě infekčního onemocnění je nezbytné identifikovat a odstranit nedostatky ve veterinárních hygienických opatřeních, při produkci drůbeže a krmných technologiích v práci obsluhy, protože pouze provádění antiepileptických opatření v komplexu umožní odstranit vypuknutí nákazy a zajistit, že chovu drůbeže. Při vývoji schémat pro profylaxi respiračních infekcí vakcínou je obzvláště důležité vytvořit lokální (tkáňovou) imunitu u ptáků, respektovat prioritu, očkování, intervaly mezi očkováním, výběr vakcinačních metod a kompatibilitu biologických produktů s jejich současným zaváděním. Chick infekční bronchitida je vysoce nakažlivé onemocnění charakterizované lézemi dýchacích cest, stejně jako genitourinárním systémem ptáků. Kauzální agens IBV je virus obsahující RNA patřící do čeledi Coronaviridae. V současné době bylo izolováno a sérotypováno více než 100 variant pole. Kuřata všech věkových kategorií jsou nemocná, ale kuřata jsou nejcitlivější před věkem 30 dnů. Způsoby infekce - aerogenní, kontaktní, transovariální. Klinické příznaky u kuřat ve věku 1–30 dnů se projevují letargií, ospalostí, zhoršením chuti k jídlu, rýmou, sinusitidou, konjunktivitidou, výtokem z nosu a očima a sípáním. Kuřata potřásají hlavami, mají potíže s dýcháním s otevřeným zobákem. Úmrtnost může být až 10-35%. U dospělých kuřat jsou pozorovány mírné respirační příznaky, snížení produkce vajec o 10-50%, změna zbarvení vaječné skořápky, deformace skořápky, zhoršení komodity a chovnost vajec. Je třeba poznamenat, že u dospělých kuřat se IB v současné době vyskytuje ve výmazové formě a uvedené příznaky, zejména pokles produkce vajec, jsou méně výrazné. Deformace skořepiny ("pás", atd.) Je také malé procento. Patologické příznaky respiračního syndromu jsou reprezentovány přítomností serózního slizničního exsudátu v nosní dutině, průdušnice, průdušek, akumulace fibrinu v oblasti bifurkace průdušnice, plicního edému. Při syndromu nefrózy-nefritidy: ledviny jsou zvětšené, oteklé, ochablé, s pestrým vzorem v důsledku hromadění urátů v tubulech. Po opětovném onemocnění se často detekuje atrofie buď kaudálních laloků ledvin nebo atrofie pravé, méně často levé ledviny. Plíce nejsou poškozeny. U dospělých ptáků je detekována involuce vaječníků, atresie zralých folikulů, žloutková peritonitida, snížení délky a hmotnosti vaječníku a atrofie kaudálních laloků ledvin. U kuřecích embryí (CE) způsobuje IB virus charakteristické léze, jako je „trpaslík“ a torze. Některé patoatomické znaky IBC jsou prezentovány na obrázcích 1–7. Při provádění imunoprofylaxe IBC je třeba mít na paměti, že je důležitá lokální imunita, která může být zajištěna použitím metody živých sprejových vakcín - počínaje dnem starým. Při zavádění variantních kmenů viru IBV na farmě je nutné zavést očkování proti variantnímu kmeni, aniž by se zrušilo očkování s použitím vakcíny obsahující kmen Massachusetts. Načasování a četnost očkování by mělo být určeno na základě epizootické situace v domácnosti a také s ohledem na výsledky laboratorních studií. U nosnic a stád drůbeže se provádí 2 až 4násobné očkování živou vakcínou a pak se inaktivuje. Při vakcinaci proti variantnímu kmenu viru IBV je nutné střídavě používat vakcíny obsahující kmen Massachusetts a variantní kmen. Inaktivovaná vakcína proti IB by měla také obsahovat dva kmeny, tj. Massachusettsův kmen a variantní kmen. Pouze v tomto případě může být pták chráněn před variantním kmenem viru po celou dobu produktivity. Před použitím živé vakcíny obsahující variantní kmen viru IBV je nutné provést studie k určení cirkulujícího kmene. Nejčastější jsou následující kmeny:

It - 02 - široce distribuovaný v Evropě (Anglie, Německo, Francie, Španělsko, Holandsko),

D388 - Polsko, stejně jako Belgie, Holandsko, Itálie, Francie, Rusko, atd. Má 99% homologii s QX,

QX - čínský kmen (Německo, Rusko, atd.),

4/91 - v posledních letech se rozšířila v Rusku.

Metapneumovirus infekce ptáků: co to je a jak bojovat

Pneumovirová infekce ptáků (infekční krůty rhinotracheitidy nebo TRT, syndrom otoku hlavy nebo Shs )

1. Úvod
V pozdních sedmdesátých létech, nové respirační onemocnění bylo hlášeno v Jižní Africe, která se vyskytovala u krůt ve věku 3-4 týdnů. U postiženého ptáka byly zaznamenány nosní a oční výpotky, jakož i drobné záněty infraorbitálního sinusu.

Tato patologie se liší od dříve známých respiračních onemocnění s vysokou mírou morbidity a mortality. Vědci Buys a Du Preez byli schopni izolovat virus z nosního exsudátu postižených krůt a poté reprodukovat symptomy nemoci v laboratoři s použitím izolátu viru k infekci.

V červnu 1985 byla tato choroba registrována ve Spojeném království (Norfolk), odkud se rychle rozšířila do dalších zemí. Onemocnění bylo pojmenováno rhinotracheitida (turecká rhinotracheitida, TRT). Během studie etiologického činidla izolovaného během vypuknutí nemoci bylo zjištěno, že příčinou onemocnění je virus, který je svým charakterem podobný viru izolovanému v Jižní Africe. V průběhu dalšího výzkumu byl identifikován. že virus patří do rodiny paramyxovirů (Paramyxoviridae). na pneumoviry (Pneumovirus).

V pozdních sedmdesátých létech, neznámá respirační choroba u kuřat byla ohlásena v Jižní Africe, doprovázený dýchacími symptomy a otoky v oblasti hlavy. Vědci Morley a Thomson to nazvali Syndrom opuchu hlavy (syndrom Swollenovy hlavy. SHS) a navrhli, že je způsoben smíšenou infekcí způsobenou koronavirem (Coronavirus) a E. coli.

Syndrom opuchu hlavy byl také hlášen v různých evropských zemích. Onemocnění se vyskytovalo v rodičovských stádech, stejně jako ve vrstvách a brojlerech. Do seznamu možných příčin tohoto syndromu byly zahrnuty různé etiologické látky, ale žádný z nich nebyl prokázán při pokusu o experimentální reprodukci onemocnění.

Detekce protilátek proti viru TRT v séru, stejně jako uvolnění virových částic identických s virem TRT. z těla kuřat s příznaky syndromu hlavy otoky vedly k přesvědčení, že TRT je příčinou SHS. Později řada autorů uvedla izolaci viru TRT z drůbeže se syndromem otoků hlavy (SHS).

Ačkoliv bylo prokázáno, že virus TRT se podílí na vzniku syndromu otoku hlavy (SHS), v současné době jsou stále otázky o patogenezi tohoto onemocnění, které vyžadují rozlišení.

2. Etiologie
Klasifikace
V počátečním popisu této choroby vědci Buys a Du Preez. uvádí, že možným etiologickým činidlem je Oriomyxovirus nebo Paramyxovirus. Данное заключение было сделано с учетом морфологии возбудителя, которая была установлена в лабораторных условиях на трахеальной культуре.

После регистрации заболевания в Европе Wyeth с соавторами подтвердил, что вирус принадлежит к семейству Paramyxovirus, роду Pneumovirus, поскольку он не вызывает гемагглютинацию эритроцитов кур, морских свинок, человека (1 группа крови).

В более поздних исследованиях по изучению структурных полипептидов при помощи электрофореза в полиакриламидном геле и РНК вируса, было показано, что вирус TRT имеет сходную структуру с другими вирусами из рода Pneumovirus.

Tým autorů, vedený Yuem, prokázal, že povrchové podloží viru TRT (polypeptid F a M) má 50% homologii při studiu sekvence aminokyselin ve srovnání s lidským virem infekce dýchacích cest syncytiálním, což opět potvrzuje, že virus TRT patří do rodu Pneumovirus .

V současné době je známo, že rod pneumovirů představuje čtyři viry: lidskou syncytiální respirační infekci, virus bovinní respirační infekce dýchacích cest, virus myší pneumonie a virus TRT. Protože virus TRT je jediným členem rodu Pneumovirus, který způsobuje onemocnění ptáků, obdržel jiný název - ptačí pneumovirus (ptačí pneumovirus, AGC).

S ohledem na výskyt syndromu otoku hlavy (SHS) převažuje teorie, že virus působí jako primární látka. V budoucnu se zavádí sekundární bakteriální infekce, která je zastoupena v drtivé většině E. Coli a Pasteurella, což za příznivých podmínek vede k výskytu výše uvedeného syndromu.

Morfologie
TRT virus je velmi pleomorfní, může být sférický nebo vláknitý. Průměr sférických částic se velmi liší a má velikost od 80 do 200 nm a někdy dosahuje 500 nm. Vláknité formy mají průměr 80 ​​až 100 nm a délku 1000 nm. Virus má shell reprezentovaný lipidovou vrstvou s výčnělky na povrchu, jehož délka je 13-14 nm. Uvnitř skořápky je symetrický, spirálovitě tvarovaný nukleokapsid, jehož průměr je 14 nm.
Struktura

Foto 1. TRT virus. Elektronová mikroskopie

Genom viru reprezentuje jediná, nerozdělená molekula RNA se zápornou polaritou. Během sekvenování byly studovány geny kódující hlavní proteiny viru (F, M, G, M ,, SH, P, N). Tyto informace vám umožní analyzovat různé izoláty a porovnat je s ostatními členy rodu pneumovirů.

Virus má 9 polypeptidů, jejichž molekulová hmotnost se pohybuje od 14 Kda do 200 Kda.

Fyzikálně-chemické vlastnosti
Fyzikálně-chemické vlastnosti viru TRT jsou typické pro všechny členy rodiny Paramyxoviridae. Existují však některé funkce:
• Virus je citlivý na účinky organických lipidových rozpouštědel (ether, chloroform),
• Virus je inaktivován při 56 ° C po dobu 30 minut,
• Virus je stabilní při pH 3 až 9,
• Plovoucí hustota v gradientu sacharózy je 1,21 g / cm3,
• virus nemá neuraminidázovou aktivitu,

Virus nezpůsobuje hemaglutinaci erytrocytů kuřat, hus, koz, morčat a lidí (krevní skupina 1).

Serotypování
Navzdory skutečnosti, že všechny kmeny viru patří ke stejnému sérotypu, byly izolovány dvě podskupiny za použití monoklonálních protilátek. Rozdíl je stanoven na základě sekvenování polypeptidového genu G. Podskupina A kombinuje anglické, jihoafrické a některé francouzské kmeny, zatímco podskupina B zahrnuje španělské, italské, maďarské kmeny.

Charakterizace kmenů viru TRT
Studium kmenů krůt a kuřat demonstruje identitu morfologických, fyzikálně-chemických a strukturních charakteristik. Oba kmeny indukují imunitní reakci u obou druhů ptáků.

Kmen izolovaný z kuřat však způsobuje klinické příznaky onemocnění jak u kuřat, tak u krůt a kmen izolovaný z krůt způsobuje, že se choroba projevuje pouze u krůt.
Moderní studie používající monoklonální protilátky ukazují, že antigenní struktura virů izolovaných z obou druhů ptáků je stejná.

Charakterizace sekundárních bakteriálních agens komplikujících TRT.
Během registrace TRT byla z nemocného ptáka izolována také jiná bakteriální mikroflóra (Alcaligenes faecalis, Pasteurella multocida, Mycoplasma sp. E. coli, Staphylococcus). Mezi izolovanými bakteriemi převažovaly E. coli. V průběhu výzkumu vědců Morley a Thomson, O'Brien, Pages a Costa, bylo zjištěno, že při infikování čistou kulturou E. coli skarifikací v oblasti pokožky hlavy se vyskytují klinické projevy charakteristické pro syndrom otoku hlavy. V případě experimentální simultánní infekce s TRT a E. coli se intenzita klinického projevu zvyšuje ve srovnání s intenzitou po separátní infekci s každým z výše uvedených činidel. Bakterie E. coli, Pasteurella haemolytica, Pasteurella multocida jsou častěji izolovány od dospělých s syndromem otoků hlavy, což naznačuje jejich význam jako sekundárních činidel v případě SHS.

V poslední době, Ornithobacterium rhinoatracheale (ORT) přidal do seznamu sekundárních bakteriálních agens, které komplikují průběh TRT.

3. Epizootologie
Šíření
Jak bylo uvedeno výše, případy TRT a projevy SHS byly poprvé hlášeny v Jižní Africe a poté v Evropě. Dnes se toto onemocnění vyskytuje ve všech zemích, kde se vyvíjí průmyslová drůbež, s výjimkou Austrálie. V USA se tato onemocnění objevila nedávno.
Morbidita a mortalita

TRT je nakažlivé onemocnění, které vede k vysoké morbiditě a mortalitě. V závislosti na přítomnosti sekundární bakteriální infekce může jejich hladina v některých případech dosáhnout 30%. Tato choroba se může vyskytnout na farmách jak s výrobním systémem „všechno je prázdné, všechno je obsazeno“, tak na farmách, které obsahují ptáky nerovného věku.

Výskyt SHS u stád brojlerů může být od 1 do 10%. Míra úmrtnosti závisí na různých faktorech. Vrstvy mohou mít opakování klinických příznaků, ale každý následující případ je méně výrazný než ten předchozí.

Žádná genetická citlivost jednotlivých ptačích křížení na toto onemocnění nebyla identifikována. Na druhé straně stavy ptáků, jakož i přítomnost sekundární bakteriální infekce významně ovlivňují výskyt a úmrtnost.

Způsoby přenosu
Je známo, že přímý kontakt hraje významnou roli v přenosu tohoto viru. Autoři Girauda, ​​Cook, Williams popisují možnost přenosu ve vzduchu. Pokud jde o vertikální přenos, není známo, jakou roli hraje virus TRT, který je lokalizován ve vaječníku.

Citlivost
Krůty, nosnice a brojlery podléhají infekci TRT.
Případy onemocnění byly zaznamenány u perliček, bažantů a koroptvů. Holubi nejsou k viru náchylní.

4. Patogeneze
Virus se množí v horních dýchacích cestách: v nosní dutině, průdušnici, v menší míře v plicích a v dýchacích cestách. Také byly hlášeny případy replikace viru v reprodukčních orgánech krůt rodičovských hejn. Po 24 hodinách může být detekován v nosní dutině a průdušnici, kde je maximální množství viru dosaženo za 3-5 dnů.

Virus může být izolován z nosní dutiny až 14 dní po infekci. Použitím PCR je virový genom detekován až 17 dní po inokulaci. Virus TRT má tropismus pro buňky vilózního epitelu nosní dutiny a průdušnice, což vede k destrukci a ztrátě klků a přispívá k pronikání sekundární mikroflóry.

Ve světle nejnovějších poznatků o patogenezi tohoto viru byly provedeny studie s využitím histologických, imunocytochemických metod a elektronové mikroskopie pro stanovení přítomnosti viru v podmínkách farem. Pro tento účel bylo vybráno 11 farem brojlerů, u kterých byl zaznamenán syndrom opuchu hlavy. Od ptáka byly odebírány týdenní vzorky z nosní dutiny a vzduchové vaky.

Během imunocytochemické studie odhalila přítomnost viru v epitelu nosních průchodů u ptáků ve věku 2 týdnů. Testování drůbeže ve vyšším věku bylo negativní. Elektronová mikroskopie tyto výsledky potvrdila detekcí inkluzí Taurus a poškození klků.

Foto 2. Hyperplazie a destrukce epitelu nosní dutiny

Tyto výsledky byly doplněny histologickými studiemi. U ptáků ve věku 3-4 týdnů v době, kdy virus nebyl detekován, a klinické projevy byly nejzávažnější, byl zjištěn katarální zánět nosní sliznice a sinusitida různé závažnosti.

Je známo, že virus infikuje ptáka v prvních týdnech života a má krátké období virémie, ničí klky a způsobuje ciliostázu, která zase „otevírá brány infekce“ a podporuje kolonizaci bakteriální mikroflóry, která způsobuje syndrom otoku hlavy. Neúspěšné pokusy izolovat virus v případě syndromu otoku hlavy jsou vysvětleny extrémně krátkým obdobím virémie v prvních týdnech života, protože v době, kdy se objevují klinické příznaky, virus již chybí.

Foto 3. Redukce lumenu průdušky v důsledku zánětu s lymfocytární infiltrací

Při vývoji a provádění preventivních opatření a očkovacích programů je třeba zvážit znalosti patogeneze viru.

5. Klinické příznaky
U tohoto onemocnění se obvykle zaznamenávají respirační klinické příznaky. Onemocnění je doprovázeno nosními výpotky, kýcháním, kašlem a také mírným otokem v oblasti maxilárního prostoru. Po 2-3 dnech může pták pociťovat hnisavý zánět spojivek a otoky v oblasti hlavy (SHS), což naznačuje přítomnost komplikací způsobených patogenními bakteriálními činidly.

Ptáci drůbeže mohou pociťovat pokles příjmu krmiva, deprese nastává během 24-48 hodin a v oblasti hlavy (syndrom opuchu hlavy, SHS) se objevuje otok. Po 2-3 dnech se pták začne naklánět nebo otáčet hlavou. V laboratorní studii lze detekovat septickou osteoporózu, jejíž dynamika je nevratná.

Foto 4. Septická osteoporóza

Je třeba poznamenat, že v některých farmách mohou existovat případy detekce protilátek proti viru TRT bez jakýchkoli klinických příznaků onemocnění.

U stád komerčních nosnic se často jedná o případy, kdy preventivní opatření nejsou dostatečně prováděna. Jejich onemocnění je doprovázeno syndromem otoku hlavy, nosními výpotky, ovariitidou a také zabarvením skořápky v "hnědých" křídlech ptáků.

Foto 5. Klinické příznaky SHS u ptáků rodičovského hejna.

6. Patologické změny
Mezi nejčastější viditelné makroskopické změny u krůt jsou: serózní nebo hnisavá rýma a tracheitida. Může být také hnisavá nebo kazuistická sinusitida, zánět spojivek, blefaritida.

Změny jako aero sakulitida, pneumonie, perihepatitida, perikarditida se mohou objevit v případě komplikací se sekundární mikroflórou. Známé jsou také případy salpingitidy u krůt rodičovských krůt.

Experimentální infekce vyvolává vznik serózní rýmy, jednorázové nebo oboustranné sinusitidy za 2-3 dny. U krůt rodičovských hejn lze pozorovat serózní nebo hnisavou rýmu, salpingitidu, ovariální břišní dutinu a ovariitidu.

Foto 6. Komerční vrstva se znaky SHS


Foto 7. Turecko postižené virem TRT

Foto 8. Brojler s příznaky SHS

U infikovaných brojlerů mohou být v subkutánních tkáních dolních částí prostoru čelisti a náušnic, drobné rýmy, tracheitidy a sinusitidy nahromaděny masy kazuistik. Výskyt komplikací ve formě aerosaculitidy, perikarditidy, fibrinózní perihepatitidy může skončit smrtí.

V případě, že se u komerční nosnice nebo u ptáka z rodičovského hejna vyskytne syndrom otoku hlavy, často dochází k hromadění kašovitých hmot v podkožní tkáni. Může se vyskytnout rýma, tracheitida, ovariitida, salpingitida, jakož i zabarvení vaječných skořápek.

Mikroskopické změny
Během studia mikroskopických změn v cytoplazmě epitelových buněk nosní dutiny a průdušnice jsou detekovány eozinofilní inkluzní tělíska.

V podkožní tkáni hlavy se odhalí zánět zánětů, který může proniknout hluboko do dermis a podkoží. Zánět má formu granulomu s nekrotickým ohniskem, obklopený koloniemi gramnegativních bacilů a oblastí zánětu z epitelových a obřích vícejaderných buněk.

V chronických případech se vyskytuje zánětlivá lymfocytární infiltrace.

Spojivkový epitel je obvykle ve stavu degenerace a hyperplazie. Tam je hyperplazie lymfoidní tkáně slzných žláz, ztráta klků lemující povrch dýchacího traktu, kongestivní hyperémie a také akumulace lymfoidních buněk (ve formě "uzlíků") v submukózní membráně dýchacích cest.

Heterofily a fibrin lze nalézt na povrchu perikardu, jater a vzduchových vaků.

Foto 9. Inkluze Taurus v buňkách epitelu nosní dutiny. Elektronová mikroskopie.


Foto 10. Vilózní deformace. Elektronová mikroskopie.

7. Diagnostika
Diagnóza se provádí komplexně.

Klinické příznaky
Zvažujeme pouze klinické příznaky. konečná diagnóza není možná. Musí být potvrzeno jinými diagnostickými metodami. Je třeba poznamenat, že syndrom otoku hlavy (SHS) se může objevit s mírným tlakem viru TRT a na druhé straně může dojít k intenzivní infekci tímto virem s mírným projevem SHS.

Uvolnění viru
Nejpřijatelnějším médiem pro izolaci viru je kultura tracheálních orgánů (CTO) kuřecích nebo krůtích embryí.

Je třeba mít na paměti, že nejvhodnějším časem pro uvolnění viru je začátek výskytu prvních respiračních klinických příznaků. Pokud se objeví klinické příznaky, existuje nebezpečí izolace dalších sekundárních patogenů, které koexistují s virem TRT.

Podle vědců Baxter-Jones a Jones ', Alexander a Majo zjistili, že doba maximálního uvolňování viru nastává od 3 do 5 dnů po infekci, kdy jsou klinické příznaky méně zřejmé.

Vylučování viru by mělo být z nosních výpotků. nosní dutiny, obsah infraorbitálních sinusů, průdušnice.

Sérologické studie
Reakce nepřímé imunofluorescence (RNIF). Pro výzkum využívající tuto metodu použijte tkáň nebo hlen z ptáka nebo proveďte studii buněčné kultury TOK nebo Vero. infikovaných virem TRT. Metoda RNIF může být použita pro detekci protilátek proti viru TRT.

Při porovnání různých sérologických metod skupina autorů pod vedením O'Loana zjistila, že metoda má nejcitlivější metodu při inscenaci na buněčné kultuře Vero.

Neutralizační reakce (PH). Tato metoda se používá ke studiu vlastností viru TRT. V reakci se používají různé buněčné kultury: CURRENT. Vero, BGM, MA 104. CEF.

Enzymová imunosorbentní analýza (ELISA). Diagnostika TRT touto metodou je popsána skupinou výzkumných pracovníků vedenou Grantem. V současné době je známo, že specificita metody závisí na antigenu, který se používá v testovacím systému.

Imunocytochemickou metodu popsali vědci O'Loan a Allan, kteří použili streptavidin-biotin-imunoperoxidázu (IP) a byli schopni detekovat antigen v buňkách dýchacích cest a reprodukčních orgánech postiženého ptáka. Tato metoda má několik výhod a je použita při studiu patogenity viru.

Molekulární diagnostika (PCR)

Diagnostika pomocí PCR byla vyvinuta skupinou vědců pod vedením Jinga zkoumáním vzorků průdušnice a jícnu z infikovaného ptáka. V důsledku amplifikace byl získán produkt s molekulovou hmotností 541 bp.

Tato metoda umožňuje detekci specifického virového genomu až do 17 dnů po infekci.

V současné době je molekulární diagnostika TRT velmi důležitým nástrojem pro studium šíření tohoto onemocnění.

8. Prevence
Vzhledem k tomu, že TRT je virové onemocnění, léčba antibiotiky nemůže být účinná. Léčba drůbeže antibiotiky se však stává relevantní, pokud se sekundární mikroflóra účastní patologického procesu.
Očkování

Až donedávna byly pro kontrolu této choroby použity pouze inaktivované vakcíny, jejichž účinnost byla stanovena pomocí sérologických metod popsaných výše. Vakcína Cxexta, která byla doporučena pro mateřská hejna, zahrnovala dvojnásobnou vakcinaci X10H0 nebo polyvalentní inaktivované vakcíny ve věku 12 až 18-19 týdnů. V případě brojlerů byla vakcína použita pouze pro experimentální účely. Očkování krůt doporučilo použití kombinované vakcíny proti TRT a newcastleské chorobě.

V současné době vakcinační schéma pro rodičovská hejna a komerční nosiče zahrnuje vakcinaci živou vakcínou následovanou revakcinací inaktivovanou vakcínou. U brojlerů a krůt v nefunkčních farmách použijte živou vakcínu.

Hladina humorální ochrany po podání živé vakcíny je nízká. Bylo však experimentálně prokázáno, že i při nízké hladině humorálních post-vakcinačních protilátek je pták imunní vůči onemocnění.

Navzdory existující antigenní rozmanitosti tohoto viru, podle Cooka, moderní vakcíny poskytují účinnou ochranu.

Nedoporučuje se používat živé vakcíny v kombinaci s jinými vakcínami (IB. ND), protože mohou inhibovat replikaci viru vakcíny a bránit tvorbě imunitní odpovědi.

Co je metapneumovirus u ptáků

Ptačí metapneumovirus (MISP) je původcem infekční rhinotracheitidy u ptáků, jakož i příčiny syndromu oteklé hlavy (SHS). Впервые он был зафиксирован ещё в 1970 году в ЮАР, но по сей день в некоторых странах его не зарегистрировали официально. Изначально считали, что это заболевание имеет бактериальную природу, однако позднее при помощи исследования эмбрионов птиц и фрагментов тканей из трахеи, выделили этиологический агент TRT, идентифицировав его как вирус. Zpočátku byl klasifikován jako třída pneumovirů, ale po objevení virových forem, které byly podobné, byl rekvalifikován na metapneumovirus.

Jak dochází k infekci?

Infekce tímto virem se vyskytuje horizontálně (od jednoho jedince k druhému přes vzduch nebo sekrece). Hlavním způsobem přenosu je přímý kontakt infikovaných a zdravých ptáků (kýcháním, infekce se dostává na potravu, peří jiných ptáků). Voda a krmivo mohou také působit jako dočasné nosiče (napětí ve vnějším prostředí se stává nestabilní, a proto dlouho nežije mimo tělo).

Je zde možnost jejího vertikálního přenosu (od matky k potomkům). Methapneumovirus virus byl nalezen na nově narozených kuřatech, což naznačuje možnost infekce vajíček. Dokonce i lidé mohou přispět k dalšímu přenosu viru pohybem na botách a oblečení.

Co zasáhne farmářský pták

Zpočátku byl virus pozorován u krůt. Dnes však seznam možných druhů ptáků, které jsou náchylné k tomuto onemocnění, významně vzrostl a zahrnuje:

Jakmile je virus v těle, začne aktivně proliferovat na epiteliálních buňkách dýchacího traktu, což způsobuje, že jeho aktivita ztrácí řasinky epitelem. Sliznice, bez těchto řas, není schopna odolávat sekundárním infekcím, které pronikají do těla a snižují již neúčinný boj těla proti metapneumovirům.

Klinické příznaky

Klasickými příznaky metapneumovirů jsou kýchání, kašel, výtok z nosní sliznice a otoky hlavy a zánět spojivek. Vzhledem k tomu, že tento virus je doprovázen onemocněními dýchacích cest, příznaky budou velmi podobné. Časem se účinek viru na tělo ptáka šíří do reprodukčního a nervového systému.

Pták přestává běžet, nebo se výrazně snižuje kvalita jeho vajec - shell se zhoršuje. Účinek viru na nervový systém může být zaznamenán tím, že upozorní na symptomy, jako jsou torticollis a opisthotonus (křečovité držení těla se zadním obloukem a klesající hlava dozadu).

Kombinované použití ELISA a PCR

Pro simultánní analýzu dvěma metodami se při prvních známkách onemocnění odebírají vzorky materiálu (nátěry) ze sinusů a průdušnice pro analýzu PCR. V případě závažných příznaků nemoci se odběr vzorků nedoporučuje. Je nutné zvolit jedince s mírným projevem symptomů. Pro analýzu ELISA se odebírá krev jednotlivcům ve stejném stádě. To umožňuje zjistit, zda se pták již dříve dostal do kontaktu s tímto virem.

Interpretace laboratorních výsledků

Pro formulaci správné diagnózy je nutná sérologická a molekulární diagnostika. První studie se zaměřuje na identifikaci protilátek produkovaných tělem pro boj s virem. Druhý typ diagnózy je určen k identifikaci původce onemocnění na různých biologických vzorcích.

Kontrolní metoda a očkování

Doporučuje se použití živých vakcín proti tomuto viru. Neaktivované se nevztahují vzhledem k tomu, že vykazují nízkou účinnost u mladých zvířat, způsobují zvýšení úrovně stresu ptáka, což zase ovlivňuje jeho produktivitu a vývoj. Výhodou živých vakcín je, že vytvářejí lokální imunitu v horních dýchacích cestách.

Zajištění řádné ochrany

V zájmu ochrany stáda ptáků před touto infekcí by mělo být provedeno včasné očkování a měly by být dodrženy následující normy: hustota výsadby, čistota prostor a kontrola kvality krmiv. Stojí za to připomenout, že metapneumovirus je účinně eliminován v raných stadiích diagnózy, proto je při prvních podezřeních nutné provést všechny nezbytné studie, aby se diagnóza a přijala opatření k účinnému odstranění viru.

Metoda kontroly metapneumovirů u brojlerů

Hlavním problémem spojeným s MPO u brojlerů jsou respirační symptomy. V boji proti této infekci u kuřat brojlerů je účinné očkování živými vakcínami.

Použití inaktivovaných vakcín MPO se nedoporučuje z několika důvodů:

  • obsahuje riziko z kvality jatečně upraveného těla na dně v důsledku neabsorbovaných zbytků vakcíny,
  • proces očkování inaktivovanými vakcínami a očkování mladých kuřat olejovými vakcínami způsobuje stres, který ovlivňuje růst ptáků a jednotnost šarže,
  • Imunoglobuliny třídy Ys (IgY) jsou generovány pouze inaktivovanými vakcínami nebo mateřskými protilátkami. Vykazují nízkou účinnost při prevenci infekce dýchacích cest u psů a jednodenních kuřat po infekci virulentními MPO kmeny,
  • Metapneumovirus u ptáků může infikovat ptáky s vysokými titry mateřských protilátek,
  • I když mateřské protilátky mohou omezovat replikaci a vylučování virů, nezabraňují poškození horních cest dýchacích. To je vysvětleno skutečností, že mateřské protilátky fungují v období virémie, která je pozorována již po vývoji patologických změn v dýchacích cestách ptáka.

Účinnost živých vakcín spočívá především v tvorbě lokální imunity v horních dýchacích cestách, která se vytváří v cílových tkáních. Tato imunita je založena na práci buněčné imunity a produkci sekrečních imunoglobulinů třídy A (sIgA) na sliznici.

Vzhledem k tomu, že tvorba lokální imunity v cílových tkáních je nejdůležitější, je metodou volby pro vakcinaci přímé zavedení vakcíny do cíle pro replikaci viru do tkáně.

V tomto případě, pro tvorbu lokální imunity v horních dýchacích cestách, jsou nejlepšími způsoby vakcinace živou vakcínou proti metapneumovirům intraokulární vakcinace nebo sprej s velkým rozprašováním.

To uzavírá příběh o nemoci Metapneumovirus u ptáků a metodách diagnózy, očkování živými vakcínami.

Hodně štěstí všem a zdraví na vaše opeřené!


V komentářích můžete přidat své fotografie nosnic, kohouta a kuřat!
Líbí se vám tento článek? Sdílení s přáteli v sociálních sítích:

Pin
Send
Share
Send
Send